生命科学   2017, Vol. 29 Issue (10): 992-999.  DOI: 10.13376/j.cbls/2017132.
0

引用本文 [复制中英文]

康俊炎, 苟兰涛, 刘默芳. 精子形成中的表观遗传调控. 生命科学, 2017, 29(10): 992-999. DOI: 10.13376/j.cbls/2017132.
[复制中文]
KANG Jun-Yan, GOU Lan-Tao, LIU Mo-Fang. Epigenetic regulation in spermiogenesis. Chinese Bulletin of Life Sciences, 2017, 29(10): 992-999. DOI: 10.13376/j.cbls/2017132.
[复制英文]

基金项目

国家自然科学基金项目(91419307,91219306,9091906)

作者简介

刘默芳,中科院上海生化与细胞所研究组长(PI),研究员,国家杰出青年科学基金获得者(2013),上海市优秀学术带头人(2016),科技部国家重点研发计划项目首席科学家(2017)。刘默芳研究员主要从事非编码RNA功能机制研究,围绕piRNA与精子发生、miRNA与癌症等开展系统性探索,获得了前沿性进展,已发表论文50多篇,包括通讯作者研究论文12篇(Cell,2017;Cancer Res,2017;Oncogene,2016;EMBO J,2015;Cell Res,2015;Cancer Res,2014;Cell Res,2014a;Cell Res,2014b;Dev Cell,2013;EMBO J,2012;Cell Res,2012;Cancer Res,2010)。这些原创性研究成果揭示了小分子非编码RNA的生理和病理功能机制,可为男性不育症及肿瘤等疾病的诊治研究提供理论依据和相关基础 。

通信作者

刘默芳, E-mail: mfliu@sibcb.ac.cn

文章历史

收稿日期:2017-08-30
精子形成中的表观遗传调控
康俊炎 1, 苟兰涛 2, 刘默芳 1     
(1 中国科学院上海生物化学与细胞生物学研究所,上海 200031)
(2 加州大学圣地亚哥分校细胞和分子医学系,美国CA 92093-0651)
摘要:精子形成是指单倍体球形精子细胞分化发育成为精子的过程。这一连续进程包含一系列复杂的生化事件和剧烈的形态变化,涉及顶体和尾部形成、组蛋白-鱼精蛋白转换、细胞核压缩和细胞质丢弃等。近期研究发现,表观遗传调控在精子形成过程中发挥重要作用,对确保精子细胞正常发育和精子生成至关重要。现总结近期的相关研究进展,从DNA甲基化和组蛋白修饰两个方面简介精子形成过程中的表观遗传调控功能和机制。
关键词精子形成    表观遗传调控    DNA甲基化    组蛋白修饰    
Epigenetic regulation in spermiogenesis
KANG Jun-Yan 1, GOU Lan-Tao 2, LIU Mo-Fang 1     
(1 State Key Laboratory of Molecular Biology, Shanghai Key Laboratory of Molecular Andrology, CAS Center for Excellence in Molecular Cell Science, Shanghai Institute of Biochemistry and Cell Biology, Chinese Academy of Sciences, University of Chinese Academy of Sciences, Shanghai 200031, China)
(2 Department of Cellular and Molecular Medicine, University of California, San Diego, La Jolla, CA 92093-0651, USA)
Abstract: Spermiogenesis refers to the development of post-meiotic male germ cells in animals, in which male germ cells differentiate from haploid round spermatids to mature sperm. This dramatic differentiation process is known as a complex biochemical and morphological process, including acrosome and flagellum formation, histone-protamine transition, nuclear condensation, cytoplasmic exclusion and etc. Recent studies indicate that epigenetic regulation plays important roles in maintaining normal spermatid development and functional sperm production. In this review, we summarize the recent progresses of the function and mechanisms of epigenetic regulation during spermiogenesis, including two main aspects, DNA methylation and histone modification.
Key words: spermiogenesis    epigenetic regulation    DNA methylation    histone modification    

精子形成是一个复杂的细胞分化和形态变化过程。精母细胞经过减数分裂Ⅰ期(包含4个阶段:细线期、粗线期、偶线期和双线期)和减数分裂Ⅱ期后,产生4个单倍体精子细胞。单倍体精子细胞随后发生一系列剧烈的结构和形态变化,细胞核高度压缩、细胞质丢弃,最终形成一种高度特化的细胞——精子[1]。基于精子形成过程中细胞的形态差异,研究者将小鼠精子形成过程划分为16个步骤(图 1):1~8步的精子细胞为球形精子细胞,其间转录状态比较活跃; 9~11步的精子细胞处于延长形,细胞核伸长,转录机器开始关闭; 12~14步的精子细胞处于长形,细胞核高度压缩; 15~16步精子基本形成,呈现典型的弯钩状[2]

图 1 小鼠精子形成过程示意图 小鼠精子形成过程可分为16步,包含球形精子细胞、延长形精子细胞和长形精子细胞,对应分布于12个阶段的生精小管。

表观遗传指在核苷酸序列不发生变化的情况下,基因表达发生了可遗传改变。表观遗传学是为记录、传递或维持染色体活性状态所引起的染色体区域结构的改变[3]。据此,表观遗传学研究的内容包括DNA甲基化、组蛋白修饰、非编码调控RNA等一系列涉及染色质重塑的调节机制。因此,本文将主要从DNA甲基化、组蛋白修饰两个方面,简介表观遗传调控在精子形成过程中的功能和作用机制相关的研究进展。

1 DNA甲基化

DNA甲基化是表观遗传中非常重要的调控机制,在建立和维持基因表达状态的过程中发挥重要作用。哺乳动物中DNA甲基化主要发生在位于5′-CpG-3′的胞嘧啶5′-C上,形成5-甲基胞嘧啶(5mC)。DNA甲基化包括两种类型:第一种是维持性甲基化(maintenance methylation),发生在DNA的母链已被甲基化,子链未被甲基化的情况下; 第二种是从头甲基化(de novo methylation),发生在DNA两条链均未被甲基化的情况下。

DNA甲基化由DNMTs甲基转移酶家族催化完成。哺乳动物中存在5个DNMTs成员,分别是DNMT1、DNMT2、DNMT3A、DNMT3B和DNMT3L。研究发现DNMT1、DNMT3A与DNMT3B是哺乳动物中主要活跃的DNA甲基转移酶,而DNMT2主要为tRNA的甲基转移酶,也有报道称DNMT2具有微弱的DNA甲基转移酶活性[4]。DNMT1是体细胞中主要的DNA甲基转移酶,其对维持性甲基化十分重要。Dnmt1缺失会导致整体的DNA甲基化缺失和印记基因异常表达,引发X染色体失活和转座子激活,从而造成早期胚胎死亡[5]。另有研究发现,DNMT1杂合子突变小鼠的成熟精子中Snrpn区域发生异常甲基化,表明DNMT1可能在雄性生殖细胞发育过程中参与了基因组部分区域的甲基化维持或从头甲基化[6]。DNMT2是真核细胞中高度保守的甲基化转移酶家族成员,在某些物种(如小鼠)中,DNMT2与DNMT1和DNMT3共存; 在某些物种(如果蝇)中,仅存在DNMT2一个甲基转移酶。哺乳动物中,DNMT2不参与基因组DNA的甲基化过程,但可以对某些tRNA的38位胞嘧啶进行甲基化修饰[7]Dnmt2缺失会对RNA介导的染色体上基因交叉置换的建立和维持产生重要影响[8]。DNMT3A和DNMT3B在小鼠胚胎干细胞和胚胎发育过程中高表达,主要负责基因组DNA的从头甲基化[4]。在生殖细胞中敲除Dnmt3a导致精子发生异常,而敲除Dnmt3b则对配子发生没有产生明显的影响,推测DNMT3A与DNMT3B可能通过不同的甲基化机制发挥作用[9]。DNMT3L特异性在生殖细胞中表达,在精卵结合后12.5 d开始出现,于15.5 d达到高峰并一直持续到出生。出生后DNMT3L表达水平开始明显降低,在成熟的生殖细胞中表达水平很低,但在生殖细胞中敲除Dnmt3l导致LINE1、IAP转座子异常高表达,引起精子形成异常[10]

DNA去甲基化分为被动去甲基化和主动去甲基化两种。被动去甲基化发生在DNA复制过程中,由于DNMT活性受到抑制导致新合成DNA链上甲基化缺失。主动去甲基化主要由相关酶催化5mC转化为C。研究发现,MBD (methyl-CpG binding domain)家族蛋白可以催化5mC甲基基团直接从胞嘧啶上去除; Tet家族蛋白可以催化5mC氧化为5-羟甲基胞嘧啶(5hmC),然后细胞会进一步利用主动或被动去甲基化机制进行DNA去甲基化。MBD蛋白家族包括MeCP2、MBD1、MBD2、MBD3和MBD4。除MBD4外,其他蛋白都参与了由DNA甲基化介导的基因沉默。MBD2同源基因MBDL1特异性在小鼠单倍体精子细胞中表达,但是Mbdl1敲除的小鼠精子形成无显著异常[11]。Ni等[12]研究发现,在人类特定时期精子细胞(第5步)中可以检测到5hmC信号,而在早期和后期的精子细胞(7~8步)中这一信号则会消失,这表明特定时期的DNA去甲基化在人类精子形成过程中具有潜在的生物学功能。与此同时,研究人员检查了TET家族蛋白在人精子细胞中的表达定位情况,结果显示TET2最早表达于精母细胞粗线期后期,主要定位于细胞质中; TET1在球形精子细胞开始表达并定位于细胞核,且一直持续到延长形精子细胞; TET3在球形精子细胞开始出现并定位于细胞核,然后持续表达至延长形精子细胞[12]。然而,Dai等[13]研究发现,同时在生殖细胞中条件性敲除了Tet1Tet2Tet3的雄性小鼠仍然维持了正常可育性,暗示由TET家族介导的去甲基化过程可能在精子形成过程中不发挥主导作用。

在雄性生殖细胞发育过程中,基因组DNA甲基化经历了去甲基化和重新甲基化的过程。一般认为,睾丸生殖细胞甲基化状态在减数分裂之前就已经建立完成,并在精子形成过程中基本维持不变。然而,也有研究指出,精子形成过程中可能存在更为复杂的DNA甲基化调控。早期的一项研究发现,从减数分裂到长形精子细胞的分化过程中,DNA甲基化水平逐步降低,作者认为体细胞甲基化模式的去除为在精子发生过程中逐步建立父源特异性甲基化模式提供了可能[14]。另有一项研究发现,Pgk2ApoA1Oct-3/4基因在睾丸精原细胞中未被甲基化,而在成熟精子中均被甲基化; 鉴于PGK2仅在精母细胞和精子细胞中表达,研究人员认为精子形成过程中的重新甲基化可抑制该基因在后续过程中的表达[15]。此外,与正常精子相比,球形精子细胞中父源DNA甲基化状态或者其他表观修饰还未完全建立; 将小鼠球形精子细胞注射进入卵细胞后获得正常小鼠的效率低于注射正常精子,这表明精子的表观遗传修饰对其受精能力及后代的正常发育至关重要[16]。不仅如此,还有研究比较了胚胎干细胞、原始生殖细胞和精子中几万个启动子序列,发现其甲基化状态高度相似。研究人员认为这类甲基化经过了重编程,并达到与小鼠多能干细胞类似的状态[17]。除此之外,成熟精子的基因组水平甲基化分析显示,成熟精子拥有独特的DNA甲基化模式[18-19]。精子基因组DNA除CpG岛外,还存在一种独特的DNA甲基化模式,如在雄性生殖细胞中,基因的非5′区域(如编码区域和3′区域)同样存在甲基化现象,但这并不反映其基因的表达情况。此外,生殖细胞特异性DNA甲基化模式与染色质结合状态和局部GC含量紧密相关[20]。这些证据表明,雄性生殖细胞中的DNA甲基化具有除调控基因表达以外的其他功能。2015年,Urdinguio等[21]研究检查了人类精子的DNA甲基化水平,发现少精症患者基因组印记区域存在甲基化缺陷,但具体的致病机制和DNA甲基化在其中扮演的角色还不清楚。

2 组蛋白修饰

雄性生殖细胞在经过有丝分裂和减数分裂后,其基因组DNA仍然被组蛋白包裹形成核小体。核小体是一个由H2A、H2B、H3和H4构成的八聚体结构,相互之间由H1连接。在随后的精子形成过程中,组蛋白将会逐步被转换蛋白取代,进而再被鱼精蛋白取代,使得精子染色质得以被高度压缩。不同于体细胞,生殖细胞表达许多时空特异性的组蛋白变体(图 2),而其中的大部分组蛋白及其变体都会在组蛋白-鱼精蛋白转换过程中被去除。一些组蛋白变体的表达从早期精母细胞的减数分裂开始,并持续到后期的延长形精子细胞,而某些会在单倍体精子细胞进行组蛋白-鱼精蛋白转换前期开始大量表达。Baoh和Bedford [22]研究发现,组蛋白变体在精子形成过程中发挥着重要的作用。除此之外,组蛋白上还存在多种动态的翻译后修饰(post-translational modifications, PTMs),不同PTM可能通过改变组蛋白八聚体的稳定性来影响染色质的构象变化[23],从而在精子形成过程中发挥特异性的功能。

图 2 部分组蛋白变体表达图谱 种组蛋白变体(histone variants)在精子形成过程中呈时空特异性表达,且大部分组蛋白会依次被转换蛋白(transition proteins, TPs)、鱼精蛋白(protamines)替换。H1t、H1t2和HILS1:H1变体组蛋白;TH2A:睾丸特异性H2A变体组蛋白;TH2B:睾丸特异性H2B变体组蛋白;H2A.X和H2A.Z:H2A变体蛋白;H3t:H3变体组蛋白;TP1:转换蛋白1;TP2:转换蛋白2。
2.1 组蛋白变体

睾丸特异性的H1变体(H1T)在精母细胞粗线期中晚期就可以被大量检测到,其高表达状态一直持续到延长形精子细胞中[24]。另外一个睾丸特异性的H1变体H1T2主要在单倍体精子细胞中表达:H1T2在2~4步的精子细胞中有较弱的表达,在5~12步的精子细胞中表达上升[25]。第三个H1变体HILS1特异性地在9~15步精子细胞中大量表达,占据小鼠精子细胞染色质结合蛋白总量的10%左右[26]H1t敲除小鼠精子发生没有明显异常,而H1t2的敲除导致精子形态异常、生育力下降[27]。目前还未见建立Hils1敲除小鼠模型,不过基于其表达时空特异性和高丰度,推测其很可能是组蛋白替换过程中的一个重要作用因子。

哺乳动物中存在多种H2A变体,包括H2A.X、H2A.Z和睾丸特异性的H2A变体TH2A,其中H2A.X参与双链断裂事件(DSBs),H2A.Z参与基因转录水平的调控[28]。TH2B是在小鼠睾丸中最主要的一种H2B变体, 其在出生后10 d的细线期精母细胞开始表达,并在此后一直维持高表达[29]。与之相反,H2B的表达水平在出生后16 d即开始明显降低[30]。H2B和TH2B这种相反的表达关系暗示,TH2B而非H2B可能在减数分裂和减数分裂后的生殖细胞中发挥着重要作用。Th2aTh2b均位于小鼠基因组17号染色体上,并共享位于两个基因间的同一个启动子,暗示TH2A和TH2B在生殖细胞中协同发挥作用[31]Th2b敲除小鼠是可育的,但其睾丸中H2B的表达量明显上调,这意味着睾丸中可能存在着一种补偿机制回复TH2B的缺失。Th2aTh2b双敲致小鼠雄性不育,其10~16步的精子细胞形态异常,染色质结合TNP1和PRM2明显下调,推测TH2A/TH2B很可能在启动转换蛋白和鱼精蛋白装配基因组的过程中发挥作用。

除组蛋白H3.1和H3.2外,哺乳动物中还存在另外3种H3变体,即H3.3、H3T和CENP-A。H3.3存在两个旁系同源基因(paralogs) H3f3aH3f3b,两者拥有不同的调控元件、5′UTR和3′UTR,但却编码了同样的蛋白质序列[32]。H3.1与H3.3的序列差异并不明显,但H3.3的结合会使染色质的构象更为开放。CHIP的结果表明,H3.3通常位于转录活跃区域,存在H3K4me3修饰,而H3.1则多处于转录抑制区域[33]。在小鼠睾丸中,H3f3a转录本可在精原细胞、精母细胞和精子细胞等所有类型的雄性生殖细胞中较低水平表达,H3f3b则主要在减数分裂时期的精母细胞表达[34]H3f3b敲除会导致雄性不育[35],提示H3f3a并不能补偿H3f3b的功能。H3T,也被称为H3.4,最开始发现在哺乳动物睾丸中大量表达,后来发现在其他体细胞中也存在低水平表达[36]。生化分析表明,H3T参与形成的核小体的稳定性显著弱于H3.1,所以H3T被认为在精母细胞减数分裂时染色体重构、精子细胞染色质压缩过程中的组蛋白-鱼精蛋白转换中发挥作用[37]

2.2 组蛋白修饰

组蛋白甲基化存在于赖氨酸和精氨酸残基,由甲基转移酶催化甲基基团从原始甲基供体转移到底物蛋白残基上。组蛋白甲基化代表一类研究最为广泛的PTM,在细胞增殖、分化和变形过程中的染色质动态方面发挥了重要的作用。在生殖细胞发育过程中,赖氨酸甲基转移酶(PKMTs)成员呈高度动态表达。然而,它们在精子形成过程中的生理学功能尚未得到充分认识。组蛋白H3或H4赖氨酸残基是常见的甲基化位点,可介导基因的激活和/或抑制。在精子发生过程中,H3K9的单甲基化、二甲基化和三甲基化修饰,以及H3K27的二甲基化和三甲基化修饰均受到严格的调控[38-39]; H3K4甲基化水平在精原干细胞阶段最高,在精母细胞中明显减少; H3K9和H3K27甲基化水平在精原干细胞中较低,在减数分裂过程中增加,并持续到减数分裂完成。甲基化标记的建立和擦除时间对于精子形成非常重要,如在秀丽线虫减数分裂的中期到末期敲除LSDI/KDMI (H3K4的去甲基化酶)会导致生殖细胞的凋亡和不育[40],而在小鼠中JHDM2A (H3K9去甲基化酶)的功能丧失则会导致转换蛋白1 (TNP1)和鱼精蛋白1 (PRM1)表达的下降,染色质压缩异常和不育[41]。与赖氨酸甲基化相类似,由精氨酸甲基转移酶(PRMTs)催化的精氨酸甲基化也是一种比较常见的PTM,已被证明可以参与多种细胞进程[42]。PRMT家族有9个成员,可分为3类:Ⅰ型负责催化非对称双甲基化的形成,包括PRMT1、PRMT3、CARM1 (PRMT4)、PRMT6和PRMT8;Ⅱ型负责催化对称双甲基化的形成,包括PRMT5和PRMT9;Ⅲ型催化单甲基化的形成,包括PRMT7。有趣的是,Prmt1Prmt4Prmt5的转录本水平在精子发生初期会显著升高,其蛋白水平高峰则出现在单倍体精子细胞,预示这些酶可能在精子形成中发挥作用。2014年,Brunner等[43]通过串联质谱研究发现,小鼠精子中残存的组蛋白存在多种翻译后修饰。其中,H2B的K117和K121位点存在三甲基化修饰,而该位点甲基化被认为可能是单倍体精子细胞发育过程中TH2B替换H2B的标记[29]。H3的K9、K27位点存在单甲基化、二甲基化和三甲基化修饰,K36存在单甲基化和二甲基化修饰,R83位点存在单甲基化修饰,且K36甲基化多出现于K27位点已被甲基化的H3上,这暗示两者在功能发挥上可能存在一定的相关性[44]。H4的R19位点存在二甲基化修饰,K20、R23位点具有单甲基化、二甲基化和三甲基化修饰,K20位点的甲基化之前被报道与染色质压缩和转录抑制相关,而R19和R23位点的甲基化则被报道可以调控H4K20me与其结合蛋白的相互作用[45]

组蛋白磷酸化修饰通常发生在四种核心组蛋白的丝氨酸、苏氨酸和酪氨酸残基。组蛋白的磷酸化修饰在整个精子发生过程中极具动态性。H1t磷酸化最早出现在早期精子细胞,并持续至后期精子细胞,且其磷酸化修饰进程与组蛋白-鱼精蛋白替换事件相关[46]。H4S1的磷酸化从果蝇到哺乳动物高度保守。小鼠中H2A的磷酸化主要发生在H2A.1和H2A.X两种变体上,且在N端与C端皆存在磷酸化位点[47]。果蝇中H4S1磷酸化(H4S1ph)可在减数分裂的精母细胞中检测到,其丰度在染色质浓缩的精子细胞中显著提高,因此,该修饰被认为是后期精子细胞成功进行组蛋白替换的先决条件。在小鼠成熟精子中的一项研究发现,H2B在T9、T120位点存在磷酸化修饰,但具体功能还未得到阐释[43]

组蛋白赖氨酸残基的乙酰化受到组蛋白乙酰基转移酶(HATs)和组蛋白去乙酰化酶(HDACs)的调控。两者所催化的组蛋白乙酰化和去乙酰化在精子形成过程中发挥着重要的调控作用。整体而言,伴随着精母细胞减数分裂的进行,组蛋白乙酰化的程度呈现缓慢下降趋势,但精子细胞由球形向长形转变的过程中,组蛋白H3和H4会出现明显的超乙酰化状态。在延长形精子细胞中,H3乙酰化依赖于Pygopus蛋白,该蛋白与三甲基化的H3K4结合有助于H3发生乙酰化[48]。在延长形精子细胞阶段,H4的K5、K8和K16位点均被高度乙酰化,并且在包括哺乳动物和果蝇等多个物种中保守,这提示H4高乙酰化与组蛋白替换及染色质压缩之间可能存在联系[49]。与之一致的是,在某些精子组蛋白不被鱼精蛋白取代的物种(如鲤鱼、比目鱼)中,精子细胞的H4则不会出现高乙酰化修饰。

泛素是一种由76个氨基酸组成的小分子蛋白,最初发现其共价结合到靶蛋白后指导靶蛋白通过26S蛋白酶体降解(泛素-蛋白酶体途径)。泛素化通常是一种由3种酶催化的连续反应:泛素激活酶(E1)激活泛素后呈递给泛素结合酶(E2);被泛素激活的E2和底物蛋白被特异性泛素连接酶(E3)识别,并催化E2上的泛素基团向底物蛋白转移[50]。一般情况下,多轮的泛素化反应会在靶蛋白上产生多泛素链。然而,底物蛋白也可以被单泛素化,如H2A或者H2B。单泛素化的H2A和H2B在粗线期精母细胞的XY body (sex body)和延长形精子细胞中高度富集[51]。Sin等[52]研究发现,E3泛素连接酶RNF8可以对H2A和H2B进行泛素化修饰,但Rnf8敲除既不会导致MSCI所在的XY body处泛素化H2A的消失,也不会引起精母细胞减数分裂的异常,却造成了严重的后期精子细胞发育缺陷[51]。RNF8缺失的睾丸中只有少量的长形精子细胞和精子,DNA压缩不完全,精子头部和尾部形态异常,大部分经典组蛋白异常地滞留在RNF8缺失的精子中,这意味着RNF8介导的H2A/H2B泛素化反应对于精子形成十分重要[51]。PIWI蛋白是动物生殖系细胞特异性AGO家族成员,通过与一类生殖细胞特异性小分子非编码RNA piRNA结合形成PIWI/piRNA调控复合物,介导动物生殖细胞基因组中转座元件的沉默并参与调控生殖细胞中编码基因的表达,对动物生殖细胞发育分化及配子形成至关重要[53]。我们之前的一项研究发现,小鼠PIWI(MIWI)蛋白在精子形成后期将通过泛素连接酶APC/C (anaphase-promoting complex/cyclosome)介导的泛素化途径降解清除[54]; 而我们最新的后续研究发现,MIWI蛋白在后期精子细胞中的清除对于RNF8的入核至关重要(图 3)[55]。我们通过筛查临床男性不育样本发现,少弱精症患者的Hiwi (人Piwi)基因中存在拮抗HIWI蛋白泛素化修饰的D-box元件突变; 通过构建基因敲入小鼠模型证实, 该突变导致雄性不育; 进一步研究发现,小鼠Piwi (Miwi) D-box突变致MIWI蛋白异常稳定存在于后期精子细胞中,导致与其相互作用的RNF8被扣留于细胞质,不能入核催化组蛋白泛素化修饰,进而抑制组蛋白被鱼精蛋白替换,引发精子形成异常,雄性不育。该研究发现了男性不育的一类新型致病基因突变,并发现了PIWI蛋白具有调控组蛋白泛素化修饰的新功能,揭示了精子形成中调控组蛋白-鱼精蛋白转换的重要机制[55]

图 3 MIWI蛋白在后期精子细胞中的适时清除保障组蛋白-鱼精蛋白替换正常进行
3 结语

在基金委“细胞编程和重编程的表观遗传机制”重大研究计划项目的支持下,本实验室开展了PIWI/piRNA在小鼠精子形成及男性不育中的表观遗传调控研究,获得了一系列前沿性进展,发现PIWI蛋白可以协同piRNA通过不同机制介导精子细胞中mRNA的降清除解[56-57],并在后期精子细胞中通过APC/C-泛素化途径降解[53],而PIWI蛋白的适时降解对于启动组蛋白-鱼精蛋白转换,保障精子细胞正常发育及功能性精子形成具有重要意义[55]。这一系列研究成果推进了我们对调控精子形成的分子机制(尤其是调控组蛋白-鱼精蛋白转换分子机制)认识,还鉴定Piwi为一个新的男性不育症致病基因,并为Hiwi D-box突变引发的男性不育症提供了潜在的治疗策略。

[参考文献]

[1]
Govin J, Caron C, Lestrat C, et al. The role of histones in chromatin remodelling during mammalian spermiogenesis. Eur J Biochem, 2004, 271: 3459-69. DOI:10.1111/ejb.2004.271.issue-17
[2]
Meistrich ML, Hess RA. Assessment of spermatogenesis through staging of seminiferous tubules. Methods Mol Biol, 2013, 927: 299-307. DOI:10.1007/978-1-62703-038-0
[3]
Bird A. Perceptions of epigenetics. Nature, 2007, 447: 396-98. DOI:10.1038/nature05913
[4]
Hermann A, Gowher H, Jeltsch A. Biochemistry and biology of mammalian DNA methyltransferases. Cell Mol Life Sci, 2004, 61: 2571-87. DOI:10.1007/s00018-004-4201-1
[5]
Li E, Bestor TH, Jaenisch R. Targeted mutation of the DNA methyltransferase gene results in embryonic lethality. Cell, 1992, 69: 915-26. DOI:10.1016/0092-8674(92)90611-F
[6]
Saferali A, Moussette S, Chan D, et al. DNA methyl-transferase 1 (Dnmt1) mutation affects Snrpn imprinting in the mouse male germ line. Genome, 2012, 55: 673-82. DOI:10.1139/g2012-056
[7]
Ashapkin VV, Kutueva LI, Vanyushin BF. Dnmt2 is the most evolutionary conserved and enigmatic cytosine DNA methyltransferase in eukaryotes. Genetika, 2016, 52: 269-82.
[8]
Kiani J, Grandjean V, Liebers R, et al. RNA-mediated epigenetic heredity requires the cytosine methyltransferase Dnmt2. PLoS Genet, 2013, 9: e1003498. DOI:10.1371/journal.pgen.1003498
[9]
Kato Y, Nozaki M. Distinct DNA methylation dynamics of spermatogenic cell-specific intronless genes is associated with CpG content. PLoS One, 2012, 7: e43658. DOI:10.1371/journal.pone.0043658
[10]
Hata K, Kusumi M, Yokomine T, et al. Meiotic and epigenetic aberrations in Dnmt3L-deficient male germ cells. Mol Reprod Dev, 2006, 73: 116-22. DOI:10.1002/(ISSN)1098-2795
[11]
Jin SG, Tsark W, Szabo PE, et al. Haploid male germ cell-and oocyte-specific Mbd3l1 and Mbd3l2 genes are dispensable for early development, fertility, and zygotic DNA demethylation in the mouse. Dev Dyn, 2008, 237: 3435-43. DOI:10.1002/dvdy.v237:11
[12]
Ni K, Dansranjavin T, Rogenhofer N, et al. TET enzymes are successively expressed during human spermatogenesis and their expression level is pivotal for male fertility. Hum Reprod, 2016, 31: 1411-24. DOI:10.1093/humrep/dew096
[13]
Dai HQ, Wang BA, Yang L, et al. TET-mediated DNA demethylation controls gastrulation by regulating Lefty-Nodal signalling. Nature, 2016, 538: 528-32. DOI:10.1038/nature20095
[14]
Del MJ, Prantera G, Torres M, et al. DNA methylation changes during mouse spermatogenesis. Chromosome Res, 1994, 2: 147-52. DOI:10.1007/BF01553493
[15]
Ariel M, Cedar H, McCarrey J. Developmental changes in methylation of spermatogenesis-specific genes include reprogramming in the epididymis. Nat Genet, 1994, 7: 59-63. DOI:10.1038/ng0594-59
[16]
The Practice Committee of the American Society for Reproductive Medicine & Practice Committee of the Society for Assisted Reproductive Technology. Round spermatid nucleus injection (ROSNI). Fertil Steril, 2008, 90: S199-201.
[17]
Farthing CR, Ficz G, Ng RK, et al. Global mapping of DNA methylation in mouse promoters reveals epigenetic reprogramming of pluripotency genes. PLoS Genet, 2008, 4: e1000116. DOI:10.1371/journal.pgen.1000116
[18]
Oakes CC, Kelly TL, Robaire B, et al. Adverse effects of 5-aza-2' -deoxycytidine on spermatogenesis include reduced sperm function and selective inhibition of de novo DNA methylation. J Pharmacol Exp Ther, 2007, 322: 1171-80. DOI:10.1124/jpet.107.121699
[19]
Eckhardt F, Lewin J, Cortese R, et al. DNA methylation profiling of human chromosomes 6, 20 and 22. Nat Genet, 2006, 38: 1378-85. DOI:10.1038/ng1909
[20]
Oakes CC, La SS, Smiraglia DJ, et al. A unique configuration of genome-wide DNA methylation patterns in the testis. Proc Natl Acad Sci USA, 2007, 104: 228-33. DOI:10.1073/pnas.0607521104
[21]
Urdinguio RG, Bayon GF, Dmitrijeva M, et al. Aberrant DNA methylation patterns of spermatozoa in men with unexplained infertility. Hum Reprod, 2015, 30: 1014-28. DOI:10.1093/humrep/dev053
[22]
Bao J, Bedford MT. Epigenetic regulation of the histone-to-protamine transition during spermiogenesis. Reproduction, 2016, 151: R55. DOI:10.1530/REP-15-0562
[23]
Kouzarides T. Chromatin modifications and their function. Cell, 2007, 128: 693-705. DOI:10.1016/j.cell.2007.02.005
[24]
Drabent B, Kardalinou E, Doenecke D. Structure and expression of the human gene encoding testicular H1 histone (H1t). Gene, 1991, 103: 263-8. DOI:10.1016/0378-1119(91)90284-I
[25]
Catena R, Ronfani L, Sassone-Corsi P, et al. Changes in intranuclear chromatin architecture induce bipolar nuclear localization of histone variant H1T2 in male haploid spermatids. Dev Biol, 2006, 296: 231-8. DOI:10.1016/j.ydbio.2006.04.458
[26]
Iguchi N, Tanaka H, Yamada S, et al. Control of mouse hils1 gene expression during spermatogenesis: identification of regulatory element by transgenic mouse. Biol Reprod, 2004, 70: 1239-45. DOI:10.1095/biolreprod.103.024760
[27]
Tanaka H, Iguchi N, Isotani A, et al. HANP1/H1T2, a novel histone H1-like protein involved in nuclear formation and sperm fertility. Mol Cell Biol, 2005, 25: 7107-19. DOI:10.1128/MCB.25.16.7107-7119.2005
[28]
Redon C, Pilch D, Rogakou E, et al. Histone H2A variants H2AX and H2AZ. Curr Opin Genet Dev, 2002, 12: 162-9. DOI:10.1016/S0959-437X(02)00282-4
[29]
Shinagawa T, Huynh LM, Takagi T, et al. Disruption of Th2a and Th2b genes causes defects in spermatogenesis. Development, 2015, 142: 1287-92. DOI:10.1242/dev.121830
[30]
Rao BJ, Rao MR. DNase I site mapping and micrococcal nuclease digestion of pachytene chromatin reveal novel structural features. J Biol Chem, 1987, 262: 4472-6.
[31]
Huh NE, Hwang IW, et al. Presence of a bi-directional S phase-specific transcription regulatory element in the promoter shared by testis-specific TH2A and TH2B histone genes. Nucleic Acids Res, 1991, 19: 93-8. DOI:10.1093/nar/19.1.93
[32]
Szenker E, Ray-Gallet D, Almouzni G. The double face of the histone variant H3.3. Cell Res, 2011, 21: 421-34. DOI:10.1038/cr.2011.14
[33]
Chen P, Zhao J, Wang Y, et al. H3.3 actively marks enhancers and primes gene transcription via opening higher-ordered chromatin. Genes Dev, 2013, 27: 2109-24. DOI:10.1101/gad.222174.113
[34]
Bramlage B, Kosciessa, Doenecke D. Differential expression of the murine histone genes H3.3A and H3.3B. Differentiation, 1997, 62: 13-20. DOI:10.1046/j.1432-0436.1997.6210013.x
[35]
Yuen BT, Bush KM, Barrilleaux BL, et al. Histone H3.3 regulates dynamic chromatin states during spermatogenesis. Development, 2014, 141: 3483-94. DOI:10.1242/dev.106450
[36]
Govin J, Caron C, Rousseaux S, et al. Testis-specific histone H3 expression in somatic cells. Trends Biochem Sci, 2005, 30: 357-9. DOI:10.1016/j.tibs.2005.05.001
[37]
Tachiwana H, Kagawa W, Osakabe A, et al. Structural basis of instability of the nucleosome containing a testis-specific histone variant, human H3T. Proc Natl Acad Sci USA, 2010, 107: 10454-9. DOI:10.1073/pnas.1003064107
[38]
De Vries M, Ramos L, Housein Z, et al. Chromatin remodelling initiation during human spermiogenesis. Biol Open, 2012, 1: 446-57. DOI:10.1242/bio.2012844
[39]
Rathke C, Baarends WM, Jayaramaiah-Raja S, et al. Transition from a nucleosome-based to a protamine-based chromatin configuration during spermiogenesis in Drosophila. J Cell Sci, 2007, 120: 1689-700. DOI:10.1242/jcs.004663
[40]
Katz DJ, Edwards TM, Reinke V, et al. A C. elegans LSD1 demethylase contributes to germline immortality by reprogramming epigenetic memory. Cell, 2009, 137: 308-20. DOI:10.1016/j.cell.2009.02.015
[41]
Okada Y, Tateishi K, Zhang Y. Histone demethylase JHDM2A is involved in male infertility and obesity. J Androl, 2010, 31: 75-8. DOI:10.2164/jandrol.109.008052
[42]
Bedford MT, Richard S. Arginine methylation an emerging regulator of protein function. Mol Cell, 2005, 18: 263-72. DOI:10.1016/j.molcel.2005.04.003
[43]
Brunner AM, Nanni P, Mansuy IM. Epigenetic marking of sperm by post-translational modification of histones and protamines. Epigenet Chromatin, 2014, 7: 2. DOI:10.1186/1756-8935-7-2
[44]
Jung HR, Sidoli S, Haldbo S, et al. Precision mapping of coexisting modifications in histone H3 tails from embryonic stem cells by ETD-MS/MS. Anal Chem, 2013, 85: 8232-9. DOI:10.1021/ac401299w
[45]
Hirano Y, Hizume K, Kimura H, et al. Lamin B receptor recognizes specific modifications of histone H4 in heterochromatin formation. J Biol Chem, 2012, 287: 42654-63. DOI:10.1074/jbc.M112.397950
[46]
Sarg B, Chwatal S, Talasz H, et al. Testis-specific linker histone H1t is multiply phosphorylated during spermato-genesis. J Biol Chem, 2009, 284: 3610-8. DOI:10.1074/jbc.M805925200
[47]
Green GR, Patel JC, Hecht NB, et al. A complex pattern of H2A phosphorylation in the mouse testis. Exp Cell Res, 1991, 195: 8-12. DOI:10.1016/0014-4827(91)90493-E
[48]
Nair M, Nagamori I, Sun P, et al. Nuclear regulator Pygo2 controls spermiogenesis and histone H3 acetylation. Dev Biol, 2008, 320: 446-55. DOI:10.1016/j.ydbio.2008.05.553
[49]
Hazzouri M, Pivot-Pajot C, Faure AK, et al. Regulated hyperacetylation of core histones during mouse spermatogenesis: involvement of histone deacetylases. Eur J Cell Biol, 2000, 79: 950-60. DOI:10.1078/0171-9335-00123
[50]
Welchman RL, Gordon C, Mayer RJ. Ubiquitin and ubiquitin-like proteins as multifunctional signals. Nat Rev Mol Cell Biol, 2005, 6: 599-609. DOI:10.1038/nrm1700
[51]
Lu LY, Wu J, Ye L, et al. RNF8-dependent histone modifications regulate nucleosome removal during spermatogenesis. Dev Cell, 2010, 18: 371-84. DOI:10.1016/j.devcel.2010.01.010
[52]
Sin HS, Barski A, Zhang F, et al. RNF8 regulates active epigenetic modifications and escape gene activation from inactive sex chromosomes in post-meiotic spermatids. Genes Dev, 2012, 26: 2737-48. DOI:10.1101/gad.202713.112
[53]
戴鹏, 苟兰涛, 刘默芳. PIWI/piRNA"机器"与雄性生殖细胞发育. 生命的化学, 2014, 34: 456-65.
[54]
Zhao S, Gou LT, Zhang M, et al. piRNA-triggered MIWI ubiquitination and removal by APC/C in late spermatogenesis. Dev Cell, 2013, 24: 13-25. DOI:10.1016/j.devcel.2012.12.006
[55]
Gou LT, Kang JY, Dai P, et al. Ubiquitination-deficient mutations in human piwi cause male infertility by impairing histone-to-protamine exchange during spermiogenesis. Cell, 2017, 169: 1090-104. DOI:10.1016/j.cell.2017.04.034
[56]
Zhang P, Kang JY, Gou LT, et al. MIWI and piRNA-mediated cleavage of messenger RNAs in mouse testes. Cell Res, 2015, 25: 193-207. DOI:10.1038/cr.2015.4
[57]
Gou LT, Dai P, Yang JH, et al. Pachytene piRNAs instruct massive mRNA elimination during late spermiogenesis. Cell Res, 2014, 24: 680-700. DOI:10.1038/cr.2014.41